膜蛋白在信号传导、感染和药物反应中发挥核心作用，但它们也是最难生产和研究的蛋白质之一——因为其疏水表面在离开脂质膜后极不稳定。由于这些蛋白嵌入在脂质膜中，提取它们需要依赖去垢剂。这是一个费力、多步骤的过程，需要大量优化，且常常损害蛋白稳定性，并使后续分析复杂化。例如，引起梅毒的革兰氏阴性菌——梅毒螺旋体（Treponema pallidum）的外膜蛋白是有前景的疫苗候选物。然而，它们在大肠杆菌中难以表达，而如果能不依赖去垢剂将其溶解，将大大促进单克隆抗体的发现和疫苗设计。此前绕过脂质双层的膜蛋白增溶策略包括突变暴露于脂质的残基，或将膜蛋白结构域移植到可溶性支架上。将膜蛋白与两亲性蛋白载脂蛋白AI（Apo-AI）和可溶性诱饵融合也实现了成功增溶，但该方法尚未实现结构解析。

在一项新的研究中， 研究团队提出了一种解决这一长期问题的通用方案——通过设计WRAPs（水溶性RF扩散两亲性蛋白，其中“RF扩散”指RoseTTAFold扩散方法），这些蛋白环绕在膜蛋白周围，遮蔽其疏水区域，使其无需去垢剂即可在水中保持可溶、稳定并能结合配体。WRAPs通过基因融合与靶标膜蛋白连接，直接在大肠杆菌细胞质中表达，简化了纯化流程，降低了与去垢剂方法相关的成本和复杂性。

利用WRAPs，他们生成了多种膜蛋白的可溶版本，包括单体和寡聚体的β-桶状外膜蛋白以及螺旋多次跨膜蛋白。目前，根据靶标稳定性和在大肠杆菌中表达的难易程度，有序设计的4%至80%可在可溶组分中检测到。他们的方法不依赖已有结构——对AlphaFold2（AF2）预测的梅毒螺旋体外膜蛋白的成功增溶支持了这一点。

WRAP包裹的膜蛋白具有热稳定性，与其预测结构匹配，并保留了配体结合和活性位点特性——分别以工程化微型人G蛋白偶联受体和细菌内膜蛋白酶GlpG为例得到验证。较小的WRAP增溶蛋白（低于100 kDa）可产生低分辨率的冷冻电镜重建图，虽不足以构建原子模型，但与计算设计高度一致，且符合单颗粒冷冻电镜的预期尺寸限制。为展示结构解析能力，他们聚焦于一个较大的寡聚体细菌外膜通道，并呈现了WRAP包裹的分枝杆菌孔蛋白的2.95 Å冷冻电镜结构，证实他们的方法支持溶液中膜蛋白的高分辨率结构测定。

综上所述，与以往方法不同，增溶后的WRAP膜蛋白无需修改其天然序列，并保持结构完整性和关键功能位点。WRAPs显示出广泛的应用潜力，包括促进生化表征、结构解析、药物发现，以及为疫苗设计开发保留抗原表位的可溶性蛋白。他们预计，基于深度学习的蛋白质设计技术的进步将降低计算成本，使增溶预测更准确，并减少需要测试的设计数量。（生物谷Bioon.com）

参考文献：

Ljubica Mihaljević et al, Membrane protein solubilization and structure determination using de novo–designed proteins, Science (2026). DOI: 10.1126/science.adr3817.